最簡便但較粗略的測定溶液pH的方法是用pH試紙。測定時，先將試紙條剪成小塊，用鑷子夾一小塊試紙（不可用手拿，以免汙染試紙），用玻璃棒蘸少許溶液與試紙接觸，試紙變色後與色階板對照，估讀出所測pH。切不可將試紙直接放入溶液中，以免汙染樣品溶液。試紙要存放在有蓋的容器中，以免受到實驗室內各種氣體的汙染。
利用pH計可以精確測定溶液pH，測定的關鍵是要正確選用和校對pH電極。現在使用的一般都是複合電極，使用時應注意：
（1）經常檢查電極內的4mol/L KCl溶液的液麵，如果液麵過低則應補充。
（2）電極玻璃泡極易破碎，使用時必須極為小心。取下電極套後，應避免電極的敏感玻璃泡與硬物接觸，因為任何破損或摩擦都會使電極失效。
（3）複合電極長期不用時，可浸泡在2mol/L KCl溶液中，平時可浸泡在去離子水或緩衝溶液中。使用時取出電極，用去離子水衝洗電極及玻璃泡部分，然後用吸水紙吸幹餘水，將電極浸入待測溶液中，稍加攪拌。讀數時電極應靜止不動，以免數字跳動不穩定。
（4）使用前要用標準緩衝液校正電極。常用的三種標準緩衝液的pH分別為4.00、6.88和9.23（20℃），精度為±0.002pH單位。校正時先將電極放入pH 6.88的標準緩衝液中，用pH計上的“標準”旋鈕校正pH讀數，然後取出電極洗淨，再放入pH 4.00或pH 9.23的標準緩衝液中，用“斜率”旋鈕校正pH讀數。如此反複多次，直至二點校正正確，再用第三種標準緩衝液檢查。標準緩衝液不用時應冷藏。
（5）電極的玻璃泡容易被汙染。若測定濃蛋白質溶液的pH時，玻璃泡表麵會覆蓋一層蛋白質膜，不易洗淨而幹擾測定，此時可用0.1mol/L HCl或1mg/mL胃蛋白酶溶液浸泡過夜。若被油脂汙染，可用丙酮浸泡。若電極保存時間過長，校正數值不準時，可將電極放入2mol/L KCl溶液中，於40℃加熱1h以上，進行電極活化。
測定pH時，往往會受到溶液的濃度和測定溫度的影響。生化實驗中經常配製比使用濃度高十倍的貯液，使用時再稀釋到所需濃度，由於濃度變化很大，溶液pH會有變化，因而稀釋後仍需對其pH進行調整。此外，有的緩衝液（如Tris緩衝液）的pH受溫度影響很大，因而其配製和使用都需要在同一溫度下進行。