特異性=觀察的陰性結果數/預期的陰性結果數×％
2.“sensitivity”，即敏感性敏感性高，則特異性下降，假陽性增加；反之，敏感性低，則特異性升高，假陰性升高。計算方法為：
敏感性=觀察的陽性結果數／預期的陽性結果數×％
3.“simplicity”，簡便性在達到要求的前提下，越簡單的方法，越能節約時間和經費。如能用PAP法就不要用ABPAP法。
4.“safely”，安全性免疫組化操作要使用DAB、酸、堿、二甲苯、過氧化氫等有害物質。不僅對操作者有一定的危害，對環境也有一定的汙染。在選用方法時，如果條件允許，應盡量用對人體危害小的方法。如用AP標記抗體。
5.“save of time and money”，即省時省錢實際上與第二條簡便性相似。簡單的方法一般省時省錢。
總之，在方法的選擇上，最為重要的是特異性。其他的條件要滿足特異性後才考慮。
二、免疫組織化學實驗方法概述
根據標記物的不同，免疫細胞組織化學技術可分為免疫熒光細胞組織化學技術、免疫酶組織化學技術、親和免疫細胞組織化學技術、免疫鐵蛋白技術、免疫金-銀細胞組織化學技術、免疫電鏡技術等。近些年來，采用生物素、地高辛等非放射性物質標記探針的核酸分子雜交技術和免疫細胞組織化學技術密切結合，發展為雜交免疫細胞組織化學技術。不同的免疫細胞組織化學技術，各具有獨特的試劑和方法，但其基本技術方法是相似的。如包括抗體的製備、取材、固定、包埋、切片免疫染色、對照試驗、顯微鏡觀察等步驟。
（一）抗體的製備和配製
1.抗體的製備抗體是免疫細胞組織化學技術的首要試劑，必須製備具有很高特異性、很高的親和力及效價高的抗體。抗體製備的具體方法已在前麵介紹，這裏不再重複。目前國內外市場各種特異性抗體日益增多，許多實驗室直接應用市售產品。
2.抗體的貯存和配製
（1）抗體貯存：獲得新抗體後，應先根據生產廠家提供的抗體效價，將其分裝，可每10μl或100μl／包裝分裝入安瓿或0.25ml帶蓋塑料離心管中，密封後放入-20～-40℃冰箱中保存備用。一般可保存1～2年。小量分裝的抗體可1次用完，宜避免反複凍融而影響效價。一般用前新鮮配製使用液體，稀釋的抗體不能長時間保存，在4℃可存放1～3天，超過7天效價顯著降低。
（2）抗體工作液的配製
1）抗體最佳稀釋度的測定方法：用已知陽性抗原切片，進行免疫染色，將其陽性強度與背景染色強度以”+“表示。可分為++++（最強陽性）、+++（強陽性）、++（較強陽性）、+（陽性）、－（陰性）。
①直接測定法：在其他條件穩定的條件下，用於測定第1抗體的最佳稀釋度。將一抗稀釋為1：50、1：100、1：200、1：400、1：500等幾個稀釋度，分別滴加在陽性抗原切片上，同時設置陰性對照。結果見表10-19。
②棋盤（方陣）測定：當測定兩種以上抗體的最佳稀釋度時，可作此法。
從表中可見第1抗體1：100。第2抗體1：200接近最佳稀釋度，於是將1抗作1：600、1：700、1：800、1：900和1：1000稀釋，即可找出最佳稀釋度。
2）抗體稀釋液的配製：常用0.01mol/L PBS（pH7.4）或TBS緩衝液作抗體稀釋液。可用以下方法配製抗體稀釋液，防止抗體效價下降，減少抗體在組織上的非特異性吸附。取0.05mol/L TBS（pH7.4）100ml，加溫到60℃，再加入優質明膠100mg，攪拌溶解後，冷卻至室溫，加入1.0g牛血清蛋白，加入NaN3 200mg溶解後，過濾，分裝，4℃保存。
（二）取材
決定免疫組化染色結果的條件除了染色法外，就是標本的處理。在實際工作中，常常由於標本的處理欠佳，而導致染色失敗。因此組織和細胞的收集和處理（即固定、脫水、包埋、切片等）萬萬不可輕視。組織處理的目的是盡可能多地保存抗原和盡可能好地保存組織與細胞的形態學。
免疫組化、原位雜交和DNA分析使用的標本從來源上看有兩大類：人體標本和實驗動物標本。又可分為新鮮的未固定的組織與已固定的組織兩種。按照標本的性質又分為組織和細胞兩類。
實驗動物、人體組織和體外培養細胞都可作為免疫組織化學研究的材料。對於所取材料不僅要保持組織形態的完整性，而且還要使組織的抗原性不被破壞以利抗原抗體的結合。因此，在取材（tissue cutting）時要求做到準確、迅速、完整和具有代表性，以免因取材不當造成抗原丟失或破壞，從而影響實驗結果的正確性。
1.實驗
動物標本實驗動物種類很多，以狗、兔、大鼠和小鼠等為常用。取材前先常規麻醉或將動物快速處死迅速取材。注意取材用的剪刀和刀片等要鋒利，所取材料不應太大，以厚度不超過3mm為宜。在取小型實驗動物材料時，如先經左心室主動脈灌注固定，使灌注液迅速到達全身，則固定更加充分。灌注固定時先用少量生理鹽水快速將血液衝洗幹淨，緊接著用4％多聚甲醛或其他固定液灌注。灌注速度應先快後慢，可用蠕動泵進行控製。
2.人體
標本在病理診斷和研究中，通過活檢和手術切除的標本，以及通過各種方法所收集的細胞（如脫落細胞、血細胞）等都可用於免疫組織化學研究。對於屍體解剖標本則要視具體情況而定。如果是死亡時間過長的標本由於組織發生自溶，抗原已變性或彌散、消失，染色結果不一定能反映其實際情況。因此，屍體解剖標本應盡早取材固定，以免對研究結果造成影響。
（1）活檢標本的取材：活檢標本常取材於體表、空腔髒器的內壁或一些實質性器官，如：皮膚、口腔、鼻咽、喉、胃、腎和肝等。取材常用活檢鉗鉗取，但所取材料較小且常因擠壓而變形。因此在取材時應注意：①要求活檢鉗的刀口鋒利，以減少對組織的擠壓；②所取部位要具有代表性，尤其是病變部位較大時。
（2）手術切除標本的取材：應根據標本的大小采用相應的取材方法。對於小標本的處理，可先在固定液內固定，再修切成適宜大小繼續固定。對於大標本的處理，鑒於抗原在組織中分布的差異，因此，所取材料要包括以下幾個部位；①主要病灶；②病灶與正常組織交界處；③病灶周圍的正常組織。
（3）細胞標本的取材：①印片法。即將載玻片輕貼於暴露的病變區，使脫落細胞黏附在玻片上，經固定後即可用於染色。此法優點是簡便省時，細胞抗原也保存較好。缺點是細胞分布不勻甚至細胞重疊在一起影響染色效果。主要適用於活檢和手術切除標本。②穿刺塗片法。用穿刺針抽取病變區的液體成分直接或經離心後製成細胞懸液塗於載玻片上固定、染色。此法主要應用於實質性器官細胞的采集如淋巴結、肝、腎、肺等。③體液細胞的製備。製備細胞成分較多的體液標本時，如血液、淋巴液和精液等，取少量液體直接塗片即可。對於細胞成分較少的體液，如腹水、胸水、腦脊液等，方法之一是通過離心沉澱使細胞濃縮，然後塗片；方法之二是用細胞離心塗片器直接塗片。